2026, Vol. 43文章信息
- 李霄, 李彩霞, 崔立华, 等.
- LI Xiao, LI Caixia, CUI Lihua, et al.
- 清胰汤靶向Bcl-2/Bax/Caspase-3通路介导线粒体凋亡减轻重症急性胰腺炎相关心肌损伤的实验研究
- Experimental study on Qingyi Decoction targeting the Bcl-2/Bax/Caspase-3 pathway to mediate mitochondrial apoptosis and alleviate severe acute pancreatitis-associated myocardial injury
- 天津中医药, 2026, 43(9): 1176-1184
- Tianjin Journal of Traditional Chinese Medicine, 2026, 43(9): 1176-1184
- http://dx.doi.org/10.11656/j.issn.1672-1519.2026.09.12
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文章历史
- 收稿日期: 2026-04-29
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2. 天津市中西医结合医院（天津市南开医院），天津市急腹症器官损伤与中西医修复重点实验室，天津 300100
急性胰腺炎（AP）是临床常见具有潜在致死风险的急腹症之一，尤其是重症急性胰腺炎（SAP），治疗效果差，预后凶险。研究表明，有15%~20%的AP患者会发展为SAP，病死率高达30%[1]。SAP伴随心肌损伤是引起死亡的重要因素之一，且有研究证实，心肌酶升高与SAP严重程度和预后相关[2]。
清胰汤作为一种传统中药方剂，经过临床机构数十年的发展和临床应用，已经证实在SAP的治疗方面疗效确切，并且能有效降低病死率[3]。既往研究证实，清胰汤可改善SAP患者胰外脏器如肺、肠功能，利于疾病恢复[4-5]，但对SAP相关心肌损伤干预作用及对心肌保护机制的报道相对较少。为进一步明确清胰汤干预SAP心肌损伤的具体机制，本研究通过构建牛磺胆酸钠诱导的大鼠SAP模型，从整体、器官、细胞、分子等多层次观察SAP心肌损伤的发生发展，探讨细胞凋亡在SAP心肌损伤中作用机制及清胰汤方剂的干预效应，为临床中医药治疗SAP心肌损伤提供新的可能途径及干预靶点。
1 材料 1.1 实验动物雄性SD大鼠24只，7~8周龄，初始体质量180~200 g，购自北京华阜康生物科技股份有限公司。大鼠在实验前于动物房内接受为期1周的适应性预饲养，期间自由摄取饲料和饮水。本实验经天津市中西医结合医院动物伦理委员会批准（批号：NKYY-DWLL-2023-178）后进行，实验全程遵循3R原则。
1.2 实验药物清胰汤方剂组成：柴胡15 g，黄芩10 g，胡黄连10 g，白芍15 g，木香10 g，延胡索10 g，大黄15 g，芒硝10 g，共8味中药。所有中药均由天津市中西医结合医院康仁堂中药专家鉴定后提供。除大黄外，所有药材与芒硝先于800 mL无菌水中浸泡30 min，再与1 000 mL无菌水煮沸30 min，浓缩至约200 mL，保存药液。药渣中再次加入1 000 mL水，重复上述煮沸浓缩步骤。在第2次煎煮的最后5 min加入大黄，煎煮结束后加入芒硝。合并两次所得药液（约400 mL），混合药液过滤后用旋转蒸发仪浓缩，浓缩至2 g/mL生药。
1.3 主要试剂及仪器HE染色试剂盒（G1120）、RIPA蛋白裂解液（G1120），购自北京索莱宝科技有限公司；淀粉酶（AMY，C016-1-2）、脂肪酶（LIP，A054-2-1）检测试剂盒，购自南京建成生物工程研究所；肿瘤坏死因子-α（TNF-α，ER1393）、白细胞介素（IL）-6（ER0042）、IL-1β（ER1094）ELISA试剂盒，均购自武汉菲恩生物科技有限公司；TUNEL（脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法）检测试剂盒（C10617）购自赛默飞生物有限公司；Trizol（A070705A）和反转录试剂盒（A011088A），均购自宝日医生物技术有限公司；SYBR qPCR SuPriMix Plus（E096-01B），购自苏州近岸蛋白质科技股份有限公司；蛋白酶抑制剂（4693159001），购自罗氏制药；磷酸酶抑制剂（HY-K0021），购自MCE生物公司；B淋巴细胞瘤-2相关X蛋白（Bax）抗体（2772S）、B淋巴细胞瘤-2（Bcl-2）抗体（28150S）和剪切型半胱氨酸-天冬氨酸蛋白酶-3（Cleaved Caspase-3）抗体（9661S），均购自CST公司。GAPDH抗体（60004-1-Ig），购自武汉三鹰生物技术有限公司。
光学显微镜、ASP 300 S自动组织脱水机、石蜡包埋机、石蜡切片机（德国徕卡公司）；URIT-8210全自动生化分析仪（优特利公司）；infinite 200型连续波长酶标仪（瑞士帝肯公司）；超微量核酸蛋白测定仪和7500快速实时PCR系统（赛默飞生物有限公司）；Mini-Protein型垂直电泳槽和电泳仪、XRS+ 型凝胶化学发光成像系统（美国伯乐公司）；透射电镜（日本日立高新，型号HT7800）。
2 方法 2.1 造模及分组24只雄性SD大鼠被随机分为假手术组、模型组、清胰汤低、高剂量组（9.975 g/kg、19.95 g/kg）。根据公式计算大鼠剂量=人剂量/60 kg× 6.3（大鼠转换因子）计算出人鼠等效剂量为9.975 g/kg，此剂量为清胰汤低剂量（QYD-L）；清胰汤高剂量（QYD-H）采用低剂量的2倍，为19.95 g/kg。采用经胰胆管逆行注射5%牛磺胆酸钠的方法，成功建立大鼠SAP模型。大鼠禁食过夜，腹腔注射戊巴比妥钠麻醉大鼠，取仰卧位固定，腹部剃毛、消毒，沿腹中线切开腹部，暴露胰腺及胆胰管，在近肝门处使用无创血管夹夹闭胆管，取静脉针沿十二指肠逆插入胆胰管，以0.2 mL/min匀速泵入现配的5%牛磺胆酸钠，持续10 min，取下血管夹，关闭腹腔[6]。假手术组以相同的方式注入等体积生理盐水。
2.2 标本采集各组大鼠于造模24 h后进行取材。腹主动脉穿刺取血，3 000 r/min，离心半径16.8 cm，离心10 min后收集血清备用。分离大鼠胰腺、心肌组织。一部分胰腺和心肌组织固定于4%多聚甲醛溶液中，常规石蜡包埋用于制备切片HE染色；其余心肌组织-80 ℃保存备用。
2.3 HE染色观察胰腺及心肌组织病理学变化取经固定脱水后的大鼠胰腺及心肌组织，经石蜡包埋后切片，切片厚度约为5 μm。切片放于二甲苯（Ⅰ、Ⅱ）中浸泡脱蜡各10 min，分别放入100%、90%、80%、70%乙醇覆水各5 min，然后自来水冲洗3遍，每遍5 min。经HE染色法染色后，用70%、80%、90%、100%乙醇各10 s脱水，二甲苯处理1 min后风干约5 min，封片后通过显微镜观察胰腺及心肌组织的病理变化，采集图像并分析。镜下观察胰腺及心肌结构变化，并进行病理评分。首先根据胰腺组织水肿、炎性细胞浸润、腺泡损伤及坏死4项分别对胰腺组织进行病理学评分，0分=正常，1分=轻度，2分=中度，3分=严重，4分=非常严重[7]。其次，根据心肌组织水肿、炎性浸润、出血及坏死4项对心肌组织进行病理学评分，0分=正常，1分=轻度，2分=中度，3分=严重，4分=非常严重，5分=极其严重[8]。
2.4 血清淀粉酶、脂肪酶的检测取各组大鼠血清，按照试剂盒说明书进行血清AMY、LIP检测。
2.5 血清乳酸脱氢酶（LDH）、肌酸激酶（CK）和肌酸激酶同工酶（CK-MB）检测取各组大鼠血清，利用全自动生化分析仪检测血清LDH、CK和CK-MB水平。
2.6 ELISA检测血清TNF-α、IL-6和IL-1β水平按照ELISA试剂盒说明书分别检测大鼠血清中TNF-α、IL-6和IL-1β水平。
2.7 透射电镜观察取1 mm3的新鲜心肌组织块，首先在2.5%戊二醛中固定5 h，继而用1%锇酸固定1.5 h。经梯度乙醇脱水后，组织块被浸埋于环氧树脂中，并在60 ℃下聚合48 h。随后将样本切成50 nm超薄切片，附于铜网后，依次用2%醋酸铀和柠檬酸铅染色10 min，经去离子水冲洗完成染色。最终于透射电镜下观察并记录线粒体超微结构。
2.8 TUNEL染色检测心肌组织中细胞凋亡切片脱蜡水化，用0.1%Triton X-100（溶于PBS）室温孵育10~15 min，PBS漂洗3次，每次5 min。按试剂盒说明书配制TdT酶+dUTP标记液反应混合液。弃去PBS，滴加反应混合液，37 ℃避光孵育60 min。PBS漂洗3次，每次5 min，终止反应。滴加DAPI染色细胞核5 min。PBS漂洗3次，每次5 min。滴加抗荧光淬灭封片剂，盖上盖玻片。荧光显微镜下观察：TUNEL阳性信号（绿色荧光，FITC标记）与DAPI染色的细胞核（蓝色）叠加，凋亡细胞表现为绿色荧光标记的DNA断裂片段。观察每张切片3个不同视野内细胞的凋亡情况，计算细胞凋亡率。细胞凋亡率=凋亡细胞数/（凋亡细胞计数+非凋亡细胞计数）×100%，取3个视野平均值。
2.9 qRT-PCR法检测心肌组织Bax和Bcl-2 mRNA表达称取各组大鼠心肌组织，提取总RNA并测定其浓度，取总RNA 1 μg按照反转录试剂盒说明书将其反转录成cDNA。采用SYBR Green染料法进行qRT-PCR反应，反应总体系为20 μL。PCR扩增在以下条件下进行：95 ℃预变性1 min；继而进行40个循环的95 ℃变性20 s和60 ℃退火1 min。基因的相对表达水平采用2-ΔΔCt法进行计算，并以GAPDH作为内参基因进行标准化。引物序列见表 1。
| 基因 | 引物序列5’-3’ |
| Bax | 上游: TTGCTACAGGGTTTCATCCAG |
| 下游: TGTTGTTGTCCAGTTCATCG | |
| Bcl-2 | 上游: GGGGCTACGAGTGGGATACT |
| 下游: GACGGTAGCGACGAGAGAAG | |
| GAPDH | 上游: AGATGGTGAAGGTCGGTGTG |
| 下游: CTGGAAGATGGTGATGGGTT |
取约40 mg心肌组织，加入10倍体积的蛋白裂解液，在冰浴条件下进行充分研磨与匀浆。随后，将裂解液置于冰上静置30 min以充分裂解，然后在4 ℃、12 000×g条件下离心10 min。小心收集上清液，并使用BCA蛋白定量试剂盒测定其总蛋白浓度。将剩余上清与上样缓冲液混合待蛋白变性，各组取含80 μg蛋白的样品上样至10% SDS-PAGE凝胶进行电泳。随后采用湿转法将凝胶中的蛋白转移至膜上。转膜完成后，立即用5%脱脂奶粉对膜进行室温下封闭2 h。分别加入一抗GAPDH（1∶30 000）、Bax（1∶1 000）、Bcl-2（1∶1 000）和Cleaved Caspase-3（1∶1 000），4 ℃孵育过夜。次日完成一抗孵育后，膜先用TBST洗涤5次，随后与相应种属的HRP标记二抗（1∶50 000）在室温下孵育2 h。再次充分洗膜后，使用ECL底物进行化学发光反应，并完成图像信号采集。最终，以GAPDH为内参，通过Image J软件对目的条带进行灰度分析，以计算其相对表达量。
2.11 统计学方法所有数据均使用SPSS 22.0软件进行统计分析，计量数据以均数±标准差（x±s）表示，组间比较采用独立样本t检验，多组间比较应用单因素方差分析，多组间病理评分比较采用Kruskal-Wallis检验分析，P＜0.05为差异具有统计学意义。
3 结果 3.1 QYD对胰腺和心肌组织病理学的影响研究显示，假手术组大鼠的胰腺和心肌组织均显示正常形态学特征，且病理学评分最低。与假手术组相比，模型组大鼠胰腺间质水肿，可见较多炎性细胞浸润，小叶轮廓被破坏类似孤岛样分布；心肌组织细胞崩解，心肌纤维结构消失，较多炎性细胞浸润（P＜0.05）；相较于模型组，清胰汤治疗组大鼠的胰腺与心肌组织病理图像改善，病理评分均更优，其中高剂量组改善效果更显著（P＜0.05）。见图 1、表 2。
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| 图 1 各组大鼠胰腺及心肌组织病理变化比较（HE染色，×200） Fig. 1 Comparison of pancreatic and myocardial histopathological changes of rats in each group (HE staining, ×200) |
| 分 | |||||||||||||||||||||||||||||
| 组别 | 动物数 | 胰腺 | 心肌 | ||||||||||||||||||||||||||
| 假手术组 | 6 | 1.67±1.21 | 1.67±1.21 | ||||||||||||||||||||||||||
| 模型组 | 6 | 17.33±1.03* | 16.33±1.96* | ||||||||||||||||||||||||||
| QYD-L组 | 6 | 11.00±1.09# | 11.17±1.47# | ||||||||||||||||||||||||||
| QYD-H组 | 6 | 5.67±1.36#△ | 6.00±2.00#△ | ||||||||||||||||||||||||||
| 注：与假手术组比较，*P＜0.05；与模型组比较，#P＜0.05；与QYD-L组比较，△P＜0.05。 | |||||||||||||||||||||||||||||
与假手术组比较，模型组大鼠的血清AMY和LIP表达量均显著升高（P＜0.05）；与模型组比较，QYD-H组血清AMY和LIP表达量均明显降低（P＜0.05）；与QYD-L组比较，QYD-H组血清AMY和LIP浓度更低，差异有统计学意义（P＜0.05）。见表 3。
| U/L | |||||||||||||||||||||||||||||
| 组别 | 动物数 | LIP | AMY | ||||||||||||||||||||||||||
| 假手术组 | 6 | 14.1± 11.3 | 1 297.5± 123.3 | ||||||||||||||||||||||||||
| 模型组 | 6 | 456.6±111.8*# | 5 965.5± 539.4*# | ||||||||||||||||||||||||||
| QYD-L组 | 6 | 323.1±102.2 | 5 516.5±1 607.1 | ||||||||||||||||||||||||||
| QYD-H组 | 6 | 136.1± 97.6#△ | 2 170.6± 641.5#△ | ||||||||||||||||||||||||||
| 注：与假手术组比较，*P＜0.05；与模型组比较，#P＜0.05；与QYD-L组比较，△P＜0.05。 | |||||||||||||||||||||||||||||
与假手术组比较，模型组大鼠血清CK、CK-MB和LDH表达量均显著升高（P＜0.05）；与模型组比较，QYD-L组和QYD-H组血清CK、CK-MB和LDH表达量均显著降低（P＜0.05）；与QYD-L组比较，QYD-H组血清CK、CK-MB和LDH表达量更低，差异有统计学意义（P＜0.05）。见表 4。
| U/L | |||||||||||||||||||||||||||||
| 组别 | 动物数 | CK | CK-MB | LDH | |||||||||||||||||||||||||
| 假手术组 | 6 | 272.9± 66.2 | 176.3± 53.0 | 430.0± 55.9 | |||||||||||||||||||||||||
| 模型组 | 6 | 1 432.6±623.0* | 703.0± 47.2* | 1 378.2±490.0* | |||||||||||||||||||||||||
| QYD-L组 | 6 | 552.6±180.6# | 324.0±111.2# | 858.5±176.5# | |||||||||||||||||||||||||
| QYD-H组 | 6 | 336.9±134.1#△ | 206.8± 46.7#△ | 593.3± 68.2#△ | |||||||||||||||||||||||||
| 注：与假手术组比较，*P＜0.05；与模型组比较，#P＜0.05；与QYD-L组比较，△P＜0.05。 | |||||||||||||||||||||||||||||
与假手术组相比，模型组大鼠血清中TNF-α、IL-6和IL-1β炎性因子表达量均明显升高（P＜0.05）；与之相反，QYD-L与QYD-H组的上述指标均显著低于模型组（P＜0.05）；与QYD-L组比较，QYD-H组血清TNF-α、IL-6和IL-1β浓度均降低，但差异无统计学意义（P > 0.05）。见表 5。
| ng/mL | |||||||||||||||||||||||||||||
| 分组 | 动物数 | TNF-α | IL-6 | IL-1β | |||||||||||||||||||||||||
| 假手术组 | 6 | 0.79±0.29 | 26.60±5.07 | 22.39±3.25 | |||||||||||||||||||||||||
| 模型组 | 6 | 4.81±0.93* | 52.19±8.33* | 39.26±6.42* | |||||||||||||||||||||||||
| QYD-L组 | 6 | 2.44±0.81# | 29.45±5.45# | 25.27±2.59# | |||||||||||||||||||||||||
| QYD-H组 | 6 | 1.65±0.44# | 27.42±6.65# | 22.58±3.10# | |||||||||||||||||||||||||
| 注：与假手术组比较，*P＜0.05；与模型组比较，#P＜0.05。 | |||||||||||||||||||||||||||||
在假手术组中，心肌细胞的线粒体形态规整，膜结构清晰并排列有序；而模型组则表现为线粒体明显肿胀，膜结构受损，部分出现破裂，并伴随内含物堆积，表明线粒体功能障碍和凋亡水平显著增加；与模型组比较，QYD-L组和QYD-H组心肌细胞线粒体的上述病理改变得到显著缓解，其中又以QYD-H组效力更强，具体表现为肿胀减轻、膜结构更为完整、内容物减少，表明清胰汤对线粒体具有明确的保护效应。见图 2。
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| 图 2 心肌组织超微结构电镜（×10 000） Fig. 2 Electron microscope image of the ultrastructure of myocardial tissue (×10 000) |
与假手术组相比，模型组大鼠心肌组织TUNEL阳性细胞数量与凋亡率均显著升高（P＜0.05）；QYD-L与QYD-H组两项指标较模型组均显著降低（P＜0.05），其中QYD-H组上述指标改变更为明显（P＜0.05）。见图 3、表 6。
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| 图 3 TUNEL染色观察大鼠心肌细胞凋亡图（×400） Fig. 3 Apoptosis diagram of rat cardiomyocytes by TUNEL staining (×400) |
| 组别 | 动物数 | 细胞凋亡率(%) |
| 假手术组 | 6 | 2.66±0.57 |
| 模型组 | 6 | 40.24±5.47* |
| QYD-L组 | 6 | 17.47±2.41# |
| QYD-H组 | 6 | 7.88±0.86#△ |
| 注：与假手术组比较，*P＜0.05；与模型组比较，#P＜0.05；与QYD-L组比较，△P＜0.05。 | ||
与假手术组相比，模型组Bax mRNA表达显著上调，而Bcl-2 mRNA表达显著下调（P＜0.05）。与模型组比较，QYD-L与QYD-H组Bax mRNA表达显著降低，且QYD-H组Bcl-2 mRNA表达显著升高（P＜0.05）。见表 7。
| 分组 | 动物数 | Bax | Bcl-2 |
| 假手术组 | 6 | 1.00±0.18 | 1.00±0.28 |
| 模型组 | 6 | 1.78±0.34* | 0.60±0.14* |
| QYD-L组 | 6 | 0.86±0.13# | 0.95±0.11 |
| QYD-H组 | 6 | 0.75±0.08# | 1.31±0.31# |
| 注：与假手术组相比，*P＜0.05；与模型组相比，#P＜0.05。 | |||
与假手术组相比，模型组促凋亡蛋白Bax与Cleaved Caspase-3表达均显著升高，而抑凋亡蛋白Bcl-2表达显著降低（P＜0.05）。清胰汤干预（QYD-L/QYD-H）可显著逆转此趋势，有效下调Bax与Cleaved Caspase-3表达；且QYD-H组能显著上调Bcl-2表达（P＜0.05）。见图 4、表 8。
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| 图 4 各组大鼠心肌组织Bax、Bcl-2和Cleaved Caspase-3的蛋白表达 Fig. 4 Comparsion of the relative expression of Bax、Bcl-2 and Cleaved Caspase-3 proteins in myocardial of rats in each group |
| 分组 | 动物数 | Bax | Bcl-2 | Cleaved Caspase-3 |
| 假手术组 | 6 | 0.18±0.03 | 0.68±0.04 | 0.31±0.03 |
| 模型组 | 6 | 0.82±0.06* | 0.55±0.06* | 0.62±0.04* |
| QYD-L组 | 6 | 0.22±0.06# | 0.67±0.02 | 0.36±0.01# |
| QYD-H组 | 6 | 0.18±0.02# | 0.74±0.03# | 0.34±0.02# |
| 注：与假手术组相比，*P＜0.05；与模型组相比，#P＜0.05。 | ||||
重症急性胰腺炎（SAP）是临床上常见的急腹症之一，随病情进展可导致多器官功能衰竭，尤其心脏损伤是临床上导致死亡的主要原因之一[9]，因此积极探讨SAP诱发心肌损伤的分子机制非常重要。
SAP的病理基础在于胰腺自身消化酶的不当激活，导致胰腺自身消化及系统性全身炎症反应综合征（SIRS）发生。大量IL-6、TNF-α等促炎细胞因子进入循环系统，会直接损伤血管内皮细胞，导致毛细血管通透性加大，组织间液增加使有效循环血量下降，进而发生心肌缺血缺氧坏死；促炎因子能够激活心肌组织中的炎症信号[如核因子（NF）-κB、TLR4]，促进凋亡相关基因的表达。此外，胰酶不当激活和缺血损伤亦会破坏肠黏膜屏障，导致肠道菌群及内毒素（LPS）异位至门脉系统和全身循环[10]，而LPS触发中性粒细胞及单核巨噬细胞等免疫细胞释放大量氧自由基（ROS），ROS不仅能够破坏心肌细胞膜完整性，并可导致心肌细胞内线粒体结构破坏，致使线粒体功能障碍，心肌能量代谢衰竭，直接损害心肌；另外，线粒体自身结构破坏亦会激活凋亡相关基因与蛋白，如Caspase-3的活性，从而诱发心肌细胞凋亡[11]。本研究发现在SAP早期，可检测到血清心肌损伤标志物（如CK-MB）浓度增高，并存在心肌细胞肿胀崩解及炎性细胞浸润现象。这表明该阶段已发生明显的心肌损伤。经清胰汤干预治疗后，有效降低了大鼠血清IL-6、TNF-α及CK-MB水平，并减轻了心肌细胞肿胀与间质水肿等病理变化[12]，这直接证明了清胰汤确实对SAP大鼠具有心肌保护作用，差异有统计学意义（P＜0.05）。
目前已知细胞凋亡主要通过3条经典通路执行：包括由线粒体主导的内源性途径、由死亡受体启动的外源性途径，以及内质网应激途径[13]。虽然3种途径触发机制和调控环节不同，但最终均要依赖Caspase蛋白酶激活，启动级联反应生成Caspase-3这一共同的下游效应分子蛋白，执行细胞凋亡[14]。心肌细胞属于高耗能细胞，内含有大量线粒体，在SAP心肌损伤发生时，线粒体内部进行氧化磷酸化过程中会产生大量的活性氧（ROS）攻击自身线粒体膜上的脂质分子，引发脂质过氧化反应，造成线粒体膜电位受损、结构和功能的损伤，进而激活内源性线粒体凋亡途径，促进心肌细胞死亡[15]。对于线粒体凋亡途径，Bcl-2家族蛋白通过调节线粒体膜通透性控制细胞色素C的释放，是该途径的调控核心。在细胞凋亡调控中，Bcl-2与Bax作为一对作用相拮抗的关键基因，分别发挥抑制与促进凋亡的作用。Bax的表达产物主要散布于线粒体基质中，当Bax蛋白形成Bax同源二聚体时可诱导细胞凋亡，但随着Bcl-2蛋白的表达量上升，越来越多的Bax/Bax被更稳定的Bax/Bcl-2异源二聚体替代，从而抑制了Bax诱导的细胞凋亡。因此Bax/Bcl-2的比值决定了凋亡的发生与否[16]。基于此，本研究拟通过靶向线粒体凋亡途径[17]，收集应用清胰汤后SAP大鼠通过调控Bcl-2/Caspase-3通路，改善心肌细胞凋亡的实验证据。而本研究结果证实，与假手术组相比，模型组大鼠HE染色显示大鼠心肌组织损伤严重，Western blot检测Bcl-2蛋白表达明显降低，促凋亡因子Bax、Caspase-3蛋白表达均升高，说明模型组大鼠心肌组织出现损伤和心肌细胞凋亡坏死相关。同时，SAP大鼠造模前向大鼠灌胃清胰汤浓缩液具有心肌损伤保护作用。清胰汤干预组心肌组织中Bcl-2蛋白表达增加，抑制凋亡信号；同时Bax、Caspase-3表达减少，凋亡执行减弱，从而减轻内源性线粒体凋亡的发生，清胰汤不同剂量组的HE染色后的病理结果、TUNEL染色显示心肌细胞凋亡率和血清CK-MB、CK、LDH均明显优于模型组，提示清胰汤可能通过上调Bcl-2稳定线粒体膜电位，抑制细胞色素C释放，阻断细胞凋亡起始；下调Caspase-3活性减少下游凋亡效应——从开始及终端双点位发挥作用，抑制内源性线粒体凋亡，起到SAP大鼠的心肌保护作用。
中医认为AP始于气滞食积或脏腑郁热。其病机演进关键在于湿蕴生热，继而凝练为瘀与毒。此瘀毒再与热邪夹杂，便会灼伤血络，造成气滞血瘀、腑气不通，进而损及脏腑功能。心主血脉，与脾胃关系密切，若中焦湿热壅盛，可上扰心脉，导致心脉瘀阻，从而出现心肌损伤的表现。清胰汤遵“君臣佐使”原则组方：君药大黄，功擅泻下活血；臣药三者，黄连清热，延胡索止痛，芒硝消肿；佐药木香、柴胡，共司调气疏肝；使药白芍、黄芪，协同凉血散瘀。诸药合用，共奏通里攻下、清热解毒、行气化瘀之效，切中SAP心肌损伤的病机，从整体视角出发达到同病异治、异病同治的效果[18-19]。中医认为SAP的核心病机为“腑气不通”与“湿热浊毒”内蕴。血清AMY、LIP的含量急剧升高，是“浊毒”壅盛的具体表现。清胰汤降低两者水平，正是通过“通腑”给邪以出路，从而“泄浊”排毒。在疾病进展中，“浊毒”会化热，表现为全身性的“热毒炽盛”。血清中的促炎因子（如IL-6、TNF-α、IL-1β）的过度产生即是“热毒”的微观体现。清胰汤抑制这些因子，直接体现了其“清热解毒”的功效。这一发现从西医角度印证了清胰汤“通腑泄浊、清热解毒”的中医治疗法则，即通过清除腑实、泻下邪毒，从而减轻全身性炎症反应。既往研究已证实，清胰汤中的多种中药单体及活性成分（如大黄、黄芩等所含的大黄酸、黄芩苷等）具有显著的抗炎作用，能够抑制炎症介质如IL-6、TNF-α等的释放，从而减轻胰腺组织的炎症损伤[20-21]。同时，相关文献也报道大黄酸、大黄素可显著降低促凋亡蛋白Bax、Cleaved Caspase-3的表达，并增强抗凋亡蛋白Bcl-2的表达，提示其可能通过调节凋亡相关通路抑制细胞凋亡[22-23]。在此基础上，本研究进一步推测，清胰汤中大黄酸、大黄素等成分可能参与调控Bcl-2/Bax/Caspase-3信号通路，但其是否为关键作用成分仍需后续实验直接验证。此外，Bcl-2与Bax的平衡是调控线粒体外膜通透性的关键环节。本研究中，清胰汤显著下调Bax表达、上调Bcl-2表达，提示Bcl-2/Bax比值升高。该变化有利于维持线粒体膜完整性，进而减少膜电位下降与细胞色素C的释放，最终抑制Caspase-3活化与细胞凋亡。未来研究可通过直接检测线粒体膜电位与细胞色素C释放，系统阐明该比值变化在凋亡通路中的调控作用。
综上所述，清胰汤能够有效降低SAP大鼠血清CK-MB等心肌酶水平，并可明显提升Bcl-2蛋白表达，同时减轻SAP大鼠细胞内Bax、Caspase-3促凋亡蛋白的升高，表明了清胰汤具有通过Bcl-2/Caspase-3通路改善SAP心肌凋亡，治疗SAP心肌损伤的作用，为中西医结合治疗SAP并发症提供实验依据。本研究不足之处在于，未明确清胰汤的具体活性成分及靶点，此外大鼠样本数量有限，后续需更大样本量前瞻性研究清胰汤对SAP诱发心肌损伤保护作用的潜在机制。
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